O que está visualizando no oócito?

 

Assim, que você recebeu o tubo após ovum pick up (OPU), filtrou o conteúdo e lavou o filtro na placa marcada da seleção, várias estruturas podem ser visualizadas sob o estereomicroscópio, entre si folículos pré-antrais e antrias pequenos, aglomeração de células livres, oócitos cercados por camadas de células de cumulus (estruturas de objetivo) e oócitos desnudos. Destaca-se os gametas femininos que você vai colocar nos tubos da maturação, o que tem?

Células de cumulus: o número ideal das camadas destas células somáticas é ≥3, essas células originadas de células cubicas formadas ao redor do gameta feminino que não forma a zona pelúcida ainda no folículo primário, e desenvolve as suas comunicações entre si e com o oolema (membrana do oócitos) a medida que os folículos desenvolvem em ondas foliculares atingindo o seu máximo no começo da formação do antro [1,2]. Essas células tendo missão nutritiva, além do seu papel na suspensão do núcleo oocitário até a ovulação e/ou a punção [3,4,5,6,7] (Número 1 na figura).

Zona pelúcida: uma camada glicoproteica (brilhante sob estereomicroscópio) formada durante os desenvolvimento folicular pré-antral e no microscópio eletrônico apresenta camadas de redes que lembra-se da esponja, tendo um papel no reconhecimento dos espermatozoide da mesma especeis na fecundação [8] (Número 2 na figura).

Espaço perivitelino: fica entre a zona pelúcida e o oolema e não é óbvio em oócitos imaturos de boa qualidade, e pode ser visualizado em oócitos maturados normalmente [9].

Ooplasma: a maior parte visualizada no oócitos tendo uma cor escura em oócito de boa qualidade (oócitos viáveis), esta core é devido à acumulação dos lipídios durante o desenvolvimento folicular [1,10], aliais esta acumulação é regularizada pelas células de cumulus [11] (Número 3 na figura).

Assim, um oócitos viável tem mais do que três camadas de células de cumulus, zona pelúcida intacta e ooplasma escura; como um reflexo de desenvolvimento folicular saudável, essa gameta tem uma chance maior de progredir para blastocistos in vitro e para uma cria após a transferência de embriões.

Referência

1. FAIR, T.; HULSHOF, S.C.; HYTTEL, P.; GREVE, T.; BOLAND, M. Oocyte ultrastructure in bovine primordial to early tertiary follicles. Anatomy and embryology, v.195, n.4, p.327-36, 1997.

2. LODDE, V.; MODINA, S.; GALBUSERA, C.; FRANCIOSI, F.; LUCIANO, A.M. Large-scale chromatin remodeling in germinal vesicle bovine oocytes: interplay with gap junction functionality and developmental competence. Molecular reproduction and development, v.74, n.6, p.740–49, 2007.

3. THOMAS, R.E.; ARMSTRONG, D.T.; GILCHRIST, R.B. Differential effects of specific phosphodiesterase isoenzyme inhibitors on bovine oocyte meiotic maturation. Developmental Biology, v.244, n.2, p.215–25, 2002.

4. KAMENETSKY, M.; MIDDELHAUFE, S.; BANK, E.M.; LEVIN, L.R.; BUCK, J.; STEEGBORN, C. Molecular details of cAMP generation in mammalian cells: a tale of two systems. Journal of molecular biology, v.362, n.4, p.623–39, 2006.

5. GOESEELS, B.S.; SASSEVILLE, M.; GUILLEMETTE, C.; RICHARD, F.J. Effects of adenosine monophosphate‐activated kinase activators on bovine oocyte nuclear maturation in vitro. Molecular Reproduction and Development, v.74, n.8, p.1021- 34, 2007.

6. ZHANG, T.; ZHANG, C.; FAN, X.; LI, R.; ZHANG, J. Effect of C-type natriuretic peptide pretreatment on in vitro bovine oocyte maturation in vitro. In vitro cellular and developmental biology. Animal, v.53, n.3, p.199-06, 2017.

7. XI, G.; AN, L.; JIA, Z.; TAN, K.; ZHANG, J.; WANG, Z.; ZHANG, C.; MIAO, K.; WU, Z.; TIAN, J. Natriuretic peptide receptor 2 (NPR2) localized in bovine oocyte underlies a unique mechanism for C-type natriuretic peptide (CNP)- induced meiotic arrest. Theriogenology, v.106, p.198-09, 2018.

8. HAFEZ, B.; HAFEZ, E.S.E. Reproduction in farm animals. 7.ed. Maryland: Blackwell Publishing, 2000. 509.p.

9. KRUIP, T.A.; CRAN, D.G.; BENEDEN, V.T.H.; DIELEMAN, S.J. Structural changes in bovine oocytes during final maturation in vivo. Gamete Research, v.8, n.1, p.29-47, 1983.

10. NAGANO, M.; KATAGIRI, S.; TAKAHASHI, Y. Relationship between bovine oocyte morphology and in vitro developmental potential. Zygote, v.14, n.1, p.53–61, 2006.

11. AARDEMA, H.; TOL, V.H.T.A.; WUBBOLTS, R.W.; BROUWERS, J.F.H.M.; GADELLA, B.M.; ROELEN, B.A.J. Stearoyl-CoA desaturase activity in bovine cumulus cells protects the oocyte against saturated fatty acid stress. Biology of reproduction, v.96, n.5, p.982–92, 2017.